„Neurergus kaiseri“ – Nachwuchs bei den Zagrosmolchen

© Daniel Konn-Vetterlein

Von den fünf beschriebenen Arten der Gattung (außerdem N. crocatus, N. derjugini, N. microspilotus und N. strauchii) ist N. kaiseri Schmidt 1952 die am stärksten vertretene im Hobby, und wird aufgrund ihrer Attraktivität, aber wohl ebenso wegen ihrer konstanten Popularität häufig gepflegt und erfreulicherweise auch meistens vermehrt.

Unweigerlich mit der Art verbunden ist die gewichtige Zahl „1000“. Bei jeder Recherche stößt man irgendwann auf die Aussage, dass die Art stark bedroht sei, und es nur noch 1000 Exemplare in der freien Natur gebe. Diese Zahl wurde besonders durch die IUCN bekannt, von der N. kaiseri 2010 als „kritisch gefährdet“ eingestuft wurde. Für die Einstufung wurden folgende Aussagen herangezogen: Ein Populationsrückgang von 80% in den Jahren von 2001 bis 2005; die Ausbeutung der Populationen für den Handel, die zu unzureichenden Beständen geschlechtsreifer Individuen führe; ein Gesamtverbreitungsgebiet von weniger als 10 km²; der Habitats- und Qualitätsverlust derselben; sowie die von Rastegar-Pouyani (2003) angegebene Populationsgröße von besagten 1000 Individuen. Obwohl es in den Folgejahren weitere Studien zu den Populationsgrößen und Verbreitungsarealen gab, hielt sich die Zahl in der Literatur und wird noch heute beständig weitergegeben.

Nachzuchtmännchen im Alter von einem Jahr auf Landgang

Zagrosmolche bewohnen hauptsächlich temporäre Hochlandbäche und Quelltöpfe in Höhen von 930-1395 m im südöstlichen Zagrosgebirge, im Westen des Iran. Die Gewässer führen selten ganzjährig Wasser, sind felsig, und nur an den Ufern mit wenigen Pflanzen gesäumt (Mobaraki et al. 2014). Bei der Kartierung von 20 Gewässern stieß die Forschergruppe der obigen Studie auf hochgerechnet 9220 adulte Individuen. Die Gewässer verteilten sich auf eine Fläche von ungefähr 10.000 km², wobei in 14 dieser Gewässer erstmals Zagrosmolche nachgewiesen wurden. Dass Rastegar-Pouyani mit seiner alten Aussage und die IUCN mit ihrer Einstufung leider dennoch in die richtige Richtung dachten, zeigt eine weitere Hochrechnung aus der Studie, der zur Folge in den von der IUCN herangezogenen Biotopen nur eine geschätzte Anzahl von 400 Adulti lebte. Die Studie gibt außerdem Aufschluss über die zahlreichen Bedrohungen, mit denen die Art in ihrem natürlichen Lebensraum konfrontiert wird. Von den 20 Teilpopulationen in den kartierten Biotopen sind jeweils 14 durch Ökotourismus und den illegalen Fang gefährdet, elf durch Wassernutzung, zehn durch Verschmutzung und zwei durch die Biotopnutzung im Zuge der Viehwirtschaft. Dennoch beschreiben die Autoren viele ihrer untersuchten Teilpopulationen als „robust“ und gehen davon aus, dass es noch weitere Vorkommen gibt. Diese Annahme wurde durch Ashrafzadeh et al. (2019) gestützt, deren Studie – basierend auf abiotischen und geologischen Faktoren – ein zumindest theoretisch noch größeres Verbreitungsgebiet von 18.159 km² angibt, was ungefähr dem Bundesland Sachsen entspricht (18.416 km²), während die geschätzte Fläche des Verbreitungsgebiets durch die IUCN neun Jahre zuvor lediglich der Fläche des Wittensees in Schleswig-Holstein entsprach.

Bereits 1996 lieferten Schultschik & Steinfartz Informationen zu den Wasserparametern an der Typuslokalität von N. kaiseri: 18,5 °C Wassertemperatur; 10 dGH °; NO₃ 8,8 mg/l; NO₂ 0mg/l; NH₄ 1,0mg/l, 432 µS/cm; pH 6,8 (Ende März 1995, 17 Uhr). Die Gewässer beschrieben sie als „2 – 3 m tiefe Einbrüche mit einem Durchmesser von weniger als 1 m“, die unterirdisch mit einem Höhlensystem verbunden seien. In einem der Gewässer wurden Larven entdeckt. Die oberirdischen Wasserläufe waren hingegen bereits größtenteils ausgetrocknet und das Wasser aus dem regenreichen Dezember verdunstet. Schneider & Schneider (2013) zeigten sogar Bilder von adulten Zagrosmolchen in Steintrögen, die der Viehtränkung dienten. Im Mai 2012 trafen die Autoren sowohl auf Adulti in Paarungsstimmung als auch auf große Larven kurz vor der Umwandlung. Die Annahme solcher Sekundärlebensräume spricht für eine recht opportunistische Lebensweise und die hohe Anpassungsfähigkeit der Art, die dadurch vermutlich deutlich weniger stark bedroht ist, als es nach kurzer Recherche oft erscheint. Die Autoren erwähnen auch das zumindest temporäre Besiedeln unterirdischer Karstgewässer, was nur allzu wahrscheinlich scheint, besieht man sich die erwähnten Fundorte. Leider gibt es über diese Lebensweise bisher aber nur sehr wenige stichhaltige Informationen.

adultes Weibchen in der Laichphase

Das erste Aquarium für meine Zagrosmolche (95 x 40 cm Grundfläche) durchlief bei mir nach dem Studium des verfügbaren Materials zu den Herkunftsbiotopen und zahlreicher Onlineberichte drei Phasen. Seit nunmehr sechs Jahren habe ich das Becken aber nicht mehr umstrukturiert. Ganz zu Beginn gestaltete ich aufwändig einen Landteil aus Steinen, Torf- und Waldmoosen. Der aquatische Teil war ungefähr doppelt so groß, der Wasserstand betrug 15 cm. Hobbyliteratur und Pflegeberichte gehen diesbezüglich weit auseinander: Während einige Züchter der Art einen Landteil als Notwendigkeit betrachten, sehen andere ihn als unnötig an. Meine Molche tun letzteres, ich habe sie in neun Jahren nie länger außerhalb des Wassers gesehen. Deswegen verschwand mein ausgedehnter Landteil nach einem Jahr, der Wasserstand wurde auf 20 cm erhöht und zwecks der angestrebten Vermehrung wurden einige Bündel Wasserpest (Elodea canadensis) als Eiablageplätze hinzugefügt. Viele der Sandsteine ragen immer aus dem Wasser, um zumindest im Notfall einen Landgang zu ermöglichen. Mobaraki et al. berichten, dass sie Individuen mehrere hundert Meter vom nächsten Gewässer entfernt aufgefunden haben. Wenn die Molche wollen, können sie also auch an Land sehr aktiv werden. Meine tuen dies ausschließlich nach Wasserwechseln mit nicht temperiertem Wasser und verbringen dann zehn bis 20 Minuten auf den Steinen, bevor sie zurück in den Wasserteil wechseln. Für diese Momente ist es unabdingbar, dass das Becken absolut ausbruchsicher ist, denn Zagrosmolche klettern Glasscheiben ebenso gut hoch, wie man es von Geckos kennt. Das Becken wird mit einem niedrigen Hamburger Mattenfilter gefiltert, der nur eine geringe Strömung erzeugt.

Die Wassertemperatur variiert im Jahresverlauf zwischen 15 und 23 °C, das entspricht den Temperaturen in der untersten Reihe meines Aquarienregals. Dieser natürliche Verlauf reicht bereits aus und gibt die Möglichkeit zur Gonadenreifung. Wie in der gesamten Anlage wird einmal wöchentlich ein Wasserwechsel von 75 % des Beckeninhalts durchgeführt, so hatte ich bisher nie Probleme mit Krankheiten. Eine zusätzliche Beleuchtung zum Tageslicht gibt es nicht. Zwar erkenne ich bei meinen Individuen keinerlei Anzeichen für eine Photophobie, wie von Schultschik & Karbe erwähnt, aber es ist schlichtweg kein künstliches Licht notwendig, da das tägliche Sonnenlicht ausreicht. Helle Bereiche des Beckens werden ebenso stark frequentiert aufgesucht wie abgedunkelte und immer dunkle Bereiche. Da die Individuen im Hobby alle Nachzuchten in mehrfacher Folgegeneration sind, ist es wahrscheinlich, dass die Lichtempfindlichkeit über die Generationen stark abgenommen hat und Licht von den Molchen nicht mehr mit Wärme oder gar Hitze, also einer potenziellen Bedrohung assoziiert wird.

Die Geschlechter lassen sich spätestens mit Eintritt der Geschlechtsreife ganzjährig einwandfrei erkennen. Die Weibchen sind deutlich größer und voluminöser als die Männchen, die im Vergleich nahezu schlank wirken. In der Fortpflanzungszeit bilden die Weibchen außerdem eine bis zu 10 mm lange Legeröhre aus, während die Männchen eine halbkreisförmige, stark verdickte Kloake entwickeln.

Genitalpapille eines Männchens

Schultschik & Karbe (2012) geben an, dass Zagrosmolche mit drei Jahren geschlechtsreif werden. Farasat & Sharifi (2016) hingegen vermuten, dass die Geschlechtsreife erst mit vier Jahren eintritt. Meine Gruppe begann im Alter von drei Jahren mit der Fortpflanzung, was an der konstanten Futterverfügbarkeit und den, in Gefangenschaft im Mittel höheren Temperaturen liegen könnte. Eines meiner männlichen Nachzuchttiere begann bereits im Alter von zwei Jahren mit dem typischen Werbeverhalten, indem es seinen Schwanz langsam hin und her schwenkte, um den Weibchen zu signalisieren, dass es eine Spermatophore abgesetzt habe und um sie zu dieser zu locken. Verläuft diese Werbung erfolgreich, nimmt das Weibchen die Spermatophore mit ihrer Kloake auf und die Eier werden intern befruchtet. Bei dem jungen Männchen konnte ich in diesem Jahr jedoch nie eine Spermatophore wie bei den anderen Männchen erkennen. Womöglich war es noch nicht geschlechtsreif und ahmte das Verhalten nur nach.

Die Vermehrung an sich ist einfach und bedarf bei mir keiner gesonderten Stimulation, die winterliche „Kälteperiode“ reicht vollkommen aus. Ungefähr ab Mitte Dezember lassen sich regelmäßig Paarungen nach oben beschriebener Manier beobachten. Diese gingen bei mir immer mit einer Erhöhung der Raumtemperatur einher, die aber nicht zielgerichtet, sondern lediglich dem Umstand geschuldet war, dass man in der Adventszeit häufiger in der Wohnung zusammenkommt und dann etwas mehr heizt. Seit 2016 wird Mitte bis Ende Januar mit der Eiablage begonnen, die sich bis Anfang April hinzieht. Dabei konnte ich bei meinen zwei laichenden Weibchen folgende Methoden beobachten: Am häufigsten werden die einzelnen Eier mit der verlängerten Legeröhre in das Bodensubstrat gedrückt, dann mit den Hinterbeinen gegriffen, um die eigene Achse gedreht und dabei immer wieder leicht gegen den Bodengrund gepresst. An der klebrigen Eihülle haften feine Sandkörner an, die das Ei schließlich komplett bedecken und schützen. Dabei kann es allerdings vorkommen, dass Eier zu stark in den Bodengrund gedrückt werden und steckenbleiben. Das Weibchen bemerkt ihren vermeintlichen Fehler und bedeckt das zum Teil freiliegende Ei dann zur Gänze mit Substrat. So versteckte Eier entwickeln sich bei mir häufig nicht mehr erfolgreich, wenn sie länger im Bodengrund verbleiben. Ganz normal hingegen verläuft die Entwicklung, wenn sie direkt nach der Eiablage entnommen und in einen Schlupfbehälter überführt werden. Ich vermute, dass die Eier im Bodengrund von zu wenig Frischwasser umflossen werden und daher verpilzen. Einige der Eier werden auch an Pflanzen, Steinen und seltener den Scheiben festgeklebt, diese Eier sind nicht mit Sand oder ähnlichem geschützt und fallen dadurch schneller auf. Dabei werden die Eier besonders gerne in Ritzen und schmalen Spalten abgelegt, nur selten auf offenen Flächen. Lediglich einmal konnte ich bisher etwas wie ein Gelege feststellen: In einer länglichen Tonröhre wurden am hinteren Ende sieben Eier miteinander und der Röhre verklebt. Obwohl das verantwortliche Weibchen noch weitere Eier produzierte, kam es nicht wieder zu solch einer Ablage.

Da das Becken sehr unübersichtlich und leicht mit Algen bewachsen ist, entnehme ich die Eier zur besseren Aufzucht. Im Ablaichzeitraum sammele ich die im Durchmesser 4-5 mm messenden Eier mit einem Esslöffel alle drei Tage ab und überführe sie jeweils zu fünft in kleine Frischkäsebecher, die mit ungefähr 100 ml Aquarienwasser gefüllt sind. Diese Vorsichtsmaßnahme dient der Risikominimierung, falls ich eine eintretende Verpilzung übersehen sollte, hat sich jedoch in den letzten Jahren nie als nötig erwiesen, da die Rate schlechter Eier sehr gering ist. Jährlich verpilzen bei mir im Schnitt 6 % der Eier, was bei Eizahlen zwischen 52 und 61 pro Weibchen verkraftbar ist. Diese Eier waren immer die, die ich erst spät im Bodengrund entdeckt, oder sofort beim Absammeln als unbefruchtet erkannt hatte. Unter kontrollierten Bedingungen verläuft die Entwicklung im Ei bei mir absolut problemlos. Bei 20 °C tritt nach 16 – 17 Tagen der Schlupf ein, die Larven sind dann ungefähr 10 mm lang.

16 Tage nach der Eiablage, Schlupf

Sie verbleiben so lange in den Bechern, bis sie ihren Dottersack aufgezehrt haben. Das ist nach ungefähr fünf weiteren Tagen der Fall, und sie werden in etwas größere 25 cm x 25 cm fassende Kunstoffbehälter mit einem Wasserstand von 3 cm und einigen Hornkraut- oder Wasserpesttrieben überführt. Pro Behälter ziehe ich etwa zehn Individuen bis zu einer Größe von 25 mm heran. In den 20 bis 25 Tagen, die sie dafür brauchen, werden sie ausschließlich mit lebenden, frisch getümpelten Cyclops gefüttert. Dabei setze ich auf Masse und ständige Verfügbarkeit, die Molchlarven sind wortwörtlich von Lebendfutter umgeben und für mehrere Tage muss ich keine Futtertiere mehr nachsetzen. An den Bäuchen lässt sich bei der täglichen Kontrolle sehr gut erkennen welche Larve gut frisst und ob einzelne Exemplare gegebenenfalls isoliert werden müssen. Das geschieht auch, wenn Individuen bedeutend schneller oder langsamer wachsen und das Risiko besteht, dass es zu Kannibalismus kommen könnte. Bewusst wahrgenommen habe ich Kannibalismus dieses Jahr jedoch zum ersten Mal. N. kaiseri ist deutlich weniger kannibalistisch als andere Molcharten, wie beispielsweise die bei uns heimischen T. vulgaris und T. cristatus. In der vierten Woche (14-16 mm) bilden sich die Hinterbeine aus, und die Molchlarven beginnen vermehrt zu laufen, statt wie bisher schlängelnd zu schwimmen.

30 Tage nach der Eiablage

Täglich werden mit einem dünnen Schlauch Futterreste und Stoffwechselprodukte aus den Aufzuchtbehältern entfernt. Dabei versuche ich den zu ersetzenden Wasseranteil gering zu halten und gebe nur abgestandenes Frischwasser in die Behälter zurück. Zu Anfang habe ich Wasser direkt aus der Leitung verwendet, was bei einigen Larven für kurzzeitige Apathiezustände sorgte, die ich nun nicht mehr beobachten kann. Bereits bei einer Größe von 20 mm setzt die Pigmentierung bei den Molchen ein. Beginnend am Rücken weicht die gelbliche Larvenfärbung vorerst einer grauen Sprenkelung, ab 40 mm lassen sich dann die ersten bleibenden dunklen Zeichnungselemente erkennen.

Ab einer Größe von 25 mm füttere ich vermehrt lebende Schwarze sowie aufgetaute Rote Mückenlarven und verringere die Cyclops-Dichte zunehmend. Zwar schnappen auch größere Molche noch nach dem kleinen Lebendfutter, aber das Interesse daran lässt deutlich nach. Anstatt die Roten Mückenlarven nur in die Behälter zu geben, verfüttere ich sie in den ersten Tagen probeweise mit einer Pinzette an jeden Molch einzeln. Bei der Aufzucht anderer Molcharten habe ich die Erfahrung gemacht, dass gefrorene, bewegungslose Mückenlarven oft nicht als Futter wahrgenommen und vollkommen ignoriert werden. Je länger man dann wartet das Futter anders darzubieten, desto geringer die Erfolgsaussichten. Mit der Pinzette und etwas künstlicher Bewegung hingegen schnappen die jungen Molche fast immer sofort zu und sind, spätestens nach zwei bis drei Tagen sofort vor Ort, wenn es mal kein lebendiges Futter gibt. Nach vier Monaten erreichen meine Nachzuchten meistens die 50 mm Marke und die Metamorphose setzt ein. Dazu verbleiben sie bei mir komplett im Wasser und gehen nicht an Land. Auch hierüber gibt es aber andere Berichte von Haltern der Art.

Jungtier mit heller Grundfärbung, 55mm groß und vier/fünf Monate alt

In populärwissenschaftlicher Literatur findet sich als Maximalalter oft die Angabe von sechs bis acht Jahren (bspw. Schultschik & Karbe, 2012) meine ältesten Tiere wurden neun Jahre alt, bis sie aufgrund eines Haltungsfehlers verstarben. Bis dahin konnte ich keinerlei Anzeichen von Alterserscheinungen erkennen. Farasat & Sharifi geben für Weibchen 12 und für Männchen 14 Jahre als Maximalalter an, Angaben die auf Untersuchungen wilder Individuen basieren.

Meine Molchgruppe erhielt ich durch die ausschlaggebende Hilfe von Dr. Hans-Joachim Herrmann und Robert Seuntjens (Aquarium Berlin). Sie sind Nachzuchten des Berliner Zooaquariums und traten 2014 als Jährlinge den Weg nach Kiel an. Beiden an dieser Stelle nochmals vielen Dank!

Literatur:

Ashrafzadeh M.R., Asghar Naghipour A., Haidarian M., Kusza S., Pilliod S. D. (2019): Effects of climate change on habitat and connectivity for populations of a vulnerable, endemic salamander in Iran. In: Global Ecology and Conservation. 19, S. 1–13.

Farasat H. & Sharifi M. (2016): Ageing and Growth of the Endangered Kaiser’s Mountain Newt, Neurergus kaiseri (Caudata: Salamandridae), in the Southern Zagros Range, Iran. Journal of Herpetology 50(1):120-125.

Mobaraki A., Mohsen Amiri M., Alvandi R., Tehrani ME, Kia HZ, Khoshnamvand A, Bali A, Forozanfar E, Browne RK. (2014): A conservation reassessment of the Critically Endangered, Lorestan newt Neurergus kaiseri (Schmidt 1952) in Iran. Amphibian and Reptile Conservation 9(1): 1-8.

Rastegar-Pouyani, N. (2003): Ecology and conservation of the genus Neurergus in the Zagros-Mountains, Western Iran- FrogLog 56.

Schneier W. & Schneider C. (2013): Beobachtungen zur Verbreitung der Bergbachmolche

Neurergus derjugini (Nesterov, 1916), Neurergus microspilotus (Nesterov, 1916) und Neurergus kaiseri Schmidt, 1952 im Iran. Herpetozoa 26 (1/2): 27 – 38 27

Schultschik G. & Karbe, D. (2012): Der Zagros-Molch neurergus Kasieri. Natur und Tier – Verlag GmbH, Münster.

Schultschik G. & Steinfartz S., (1996): Ergebnisse einer herpetologischen Exkursion in den Iran. Herpetozoa 9 (1/2): 91-95.